Diagnóstico de Helicobacter pylori : ¿Cuál debería ser el estándar de oro?

INTRODUCCIÓN

Helicobacter pylori ( H. pylori ) es un patógeno humano fastidioso microaerófilo. La bacteria ha sido implicada en enfermedades ácido pépticas del estómago y el duodeno y neoplasias del estómago[ 1-7 ]. H. pylori se ha detectado en individuos de todas las edades en todo el mundo y su prevalencia varía entre el 20% y el 80%[ 8 ] . El descubrimiento incidental de esta bacteria por Marshall y Warren[ 9 ] en 1983, condujo a un cambio fundamental en nuestra comprensión de las enfermedades ácido pépticas. Más tarde, en 2005, se les otorgó el “Premio Nobel de Medicina o Fisiología” por el descubrimiento de H. pylori . Se ha informado que aproximadamente el 80% y el 95% de la úlcera gástrica (UG) y la úlcera duodenal (UD) respectivamente son causadas por H. pylori [ 10 ]. De las diversas pruebas de diagnóstico disponibles para la detección de la infección por H. pylori , cada una de ellas tiene ciertas ventajas y desventajas. Debido a su baja sensibilidad o especificidad, ninguna de ellas puede considerarse el estándar de oro. Sin embargo, la combinación de más de una prueba , como la prueba de producción de ureasa, la microscopía, el aislamiento bacteriano y la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), suele ofrecer un diagnóstico bastante satisfactorio. Sin embargo, estos métodos son invasivos, costosos y solo se aplican a laboratorios de nivel terciario. Debido a las desventajas de los procedimientos invasivos, se han desarrollado varias pruebas no invasivas para diagnosticar H. pylori . En este artículo, se pretende revisar tanto las pruebas invasivas como las no invasivas para proponer una de ellas como el estándar de oro.

Durante los primeros años de la infección por H. pylori , la endoscopia sin biopsia resultó ser muy insatisfactoria para el diagnóstico[ 11 ]. Actualmente, la detección de H. pylori en biopsias depende de la histología, la prueba rápida de ureasa (RUT), el cultivo y las pruebas de PCR. El análisis del jugo gástrico, aunque no se utiliza ampliamente, puede utilizarse para evaluar la infección por H. pylori .

HISTOLOGÍA

La histología fue el primer método utilizado para la detección de H. pylori . La presencia de bacterias típicas junto con la reacción inflamatoria en los portaobjetos de tejido se considera una prueba diagnóstica para la infección por H. pylori . Varias tinciones como Giemsa, naranja de acridina, Warthine Starry, tinción de plata Hp, Dieterle, Giminez, McMullen; e inmunotinción se utilizan para detectar H. pylori . Rutinariamente se utiliza la tinción de Giemsa para la detección de H. pylori . La tinción de hematoxilina y eosina ayuda en la evaluación de la gravedad de la inflamación junto con la detección de las bacterias. Sin embargo, la tinción de Genta debido a la combinación de tinción de plata, hematoxilina y eosina y azul Alcian tiene la ventaja de visualizar tanto la reacción inflamatoria como H. pylori . Sin embargo, esta modificación es técnicamente compleja y utiliza nitrato de uranilo en su formulación original. Rutinariamente, la tinción de Giemsa es más factible para detectar H. pylori porque es simple, altamente sensible y menos costosa[ 12 , 13 ]. Sin embargo, la alta sensibilidad de la histología a menudo está influenciada por el sitio, número y tamaño del material de biopsias recolectado. La colonización irregular a veces puede causar un diagnóstico erróneo. Curiosamente, se ha visto que incluso una sola biopsia tomada de la curva menor, cerca del ángulo, puede detectar H. pylori en la mayoría de los casos (> 90%). Además, la precisión puede aumentarse aún más con múltiples biopsias de la curva mayor y el cuerpo. Aunque se cree que la especificidad es alta debido a la morfología peculiar de H. pylori y su estrecha relación con la mucosa gástrica[ 14 ], parece poco científico en los días de la taxonomía molecular porque no se puede negar la presencia de otras especies bacterianas H. heilimanii , H. bizzozeroni , fluorescencia de Pseudomonas que tienen una morfología similar[ 15 ]. El diagnóstico más temprano por métodos histológicos tarda de 2 a 3 días y la tasa de detección varía considerablemente según la experiencia de los examinadores [ 16 , 17 ]. Además, el uso previo de antibióticos e IBP puede transformar la forma típica de H. pylori de espiral a cocoide, que se vuelve indetectable mediante la técnica microscópica de rutina. Sin embargo, la hibridación fluorescente in situ es la solución, ya que la detección específica de H. pylori en preparaciones histológicas se puede realizar independientemente de la forma de la bacteria [ 18 , 19 ]. En este método se utilizan sondas de oligonucleótidos marcados con fluorescencia dirigidas a los genes ARNr 16S y ARNr 23S. Este método es el más rápido y tarda 3 horas en detectar H. pylori.La hibridación in situ y los métodos inmunoquímicos también se pueden utilizar para detectar factores de virulencia y la ubicación de cepas en la mucosa gástrica[ 20 ] . Este método, al ser independiente de la identificación morfológica, generalmente no tiene sesgo individual.

PRUEBA DE UREASA O RUT

H. pylori es conocido por la producción de ureasa abundante. La enzima ureasa hidroliza la urea para liberar CO ₂ y NH ₃ . La detección de la producción de ureasa se ha utilizado como un marcador sustituto para la detección de la bacteria en biopsias antrales. La liberación de amoníaco aumenta el pH del medio de prueba y se detecta por un cambio de color debido al indicador de pH. Las pruebas se pueden realizar en una solución o en un medio de soporte sólido , por ejemplo , la prueba CLO. Sin embargo, la última prueba no es más rápida que las pruebas de ureasa sin tampón. Se ha informado que una tira reactiva de prueba rápida de ureasa ( Pylori tek), donde la lectura se toma a 1 h, tiene una sensibilidad y especificidad comparables a la prueba CLO (donde los resultados se obtienen después de 24 h). Por lo tanto, esta prueba de tira es más conveniente para usar en las clínicas de endoscopia [ 21 ]. Dado que la prueba de ureasa depende básicamente de la densidad bacteriana, se ha realizado una comparación de Pylori tek (Serim Research Corp) con Helicocheck (Institute of Immunology Co. Ltd. Tochigi, Japón). Los dos kits comerciales basados ​​en la técnica de tira tienen una sensibilidad y especificidad superiores al 90%, pero cuando después de la terapia la densidad disminuye, la sensibilidad de detección cae al 60%[ 22 ]. La sensibilidad y especificidad de la prueba de ureasa o RUT en comparación con la histología fueron del 89% y el 88% respectivamente[ 23 ]. Al usar un indicador de pH quimioluminiscente en RUT, se podrían lograr resultados más rápidos con una sensibilidad 50 veces mayor en comparación con la RUT de rutina[ 24 ]. La prueba rápida de ureasa también se puede realizar de forma perendoscópica usando un biosensor sensible al pH en un minuto, lo que brinda una sensibilidad y especificidad del 92% y el 95%, respectivamente[ 25 ].

La sensibilidad de la prueba de rutemia (RUT) se ve afectada por la densidad bacteriana y las formas (espiral o cocoide) de las bacterias presentes en la biopsia. Se requiere un mínimo de ^{10⁻¹ organismos por pieza de biopsia para obtener un resultado positivo en la RUT, pero una buena proporción de pacientes puede presentar densidades inferiores a esta [} 26 ]. Además, la baja densidad bacteriana después del tratamiento, los pacientes con sangrado y los pacientes que toman antagonistas del receptor H₂ _o inhibidores de la bomba de protones también pueden afectar negativamente el rendimiento de la prueba [ 27 ]. El bajo coste, la facilidad y la rapidez del diagnóstico de la infección por H. pylori otorgan a la RUT una ventaja sobre el cultivo y la histología.

CULTIVO

H. pylori puede aislarse rutinariamente por cultivo a partir de muestras de biopsia gástrica humana. El organismo requiere un entorno microaerófilo y medios complejos [ 28-30 ] . Se han propuesto diversos medios basales y diferentes suplementos para el aislamiento del organismo [ 29 , 31-33 ]. Sin embargo, el caldo Columbia Agar Base o el caldo Brain Heart Infusion (BHI) suplementado con sangre o suero generalmente se ha encontrado adecuado para el cultivo [ 34 ]. Típicamente crecen mejor en medios húmedos recién preparados incubados en una atmósfera cálida (37 °C) con 5%-10% CO2 _, 80%-90% N2 _y 5%-10% O2 _. La atmósfera húmeda enriquecida con _H2 (5%-8%) mejora el rendimiento de H. pylori . El aislamiento primario del organismo a partir de muestras de biopsia gástrica requiere de 5 a 7 días en una atmósfera microaeróbica creada por una incubadora de atmósfera variable, frascos anaeróbicos parcialmente evacuados con mezclas de gases definidas o sobres comerciales generadores de gas. Una incubadora dedicada a CO2 _es útil para el subcultivo de H. pylori , pero no es confiable para el aislamiento primario. Se recomiendan medios selectivos y no selectivos enriquecidos con sangre/suero para el cultivo de H. pylori a partir de muestras de biopsia gástrica, maximizando así la sensibilidad del cultivo. Se han utilizado varios medios de agar, incluyendo infusión de cerebro-corazón, Brucella, Columbia y Skirrow’s suplementados con sangre/suero de caballo o sangre de oveja, para cultivar H. pylori [ 35 ]. Se recomiendan suplementos de antibióticos (vancomicina, 10 mg/L; anfotericina B, 10 mg/L y cefsulodina o trimetoprima, 5 mg/L) para medios selectivos a fin de facilitar el aislamiento primario.

Las mejores muestras para el aislamiento de H. pylori son muestras de biopsia obtenidas durante la endoscopia. Al alterar el pH por inhibidores de la bomba de protones (IBP)[ 36 ] que interfieren indirectamente con la distribución de H. pylori en el estómago. Se ha descubierto que la parte antral es la parte del estómago más afectada por los IBP, ya que H. pylori casi desaparece de este nicho. Para evitar resultados falsos negativos, Megraud y Lehours[ 37 ] recomendaron no consumir estos medicamentos 2 semanas antes de la endoscopia como se hace para la prueba rápida de ureasa[ 38 , 39 ]. Además, la duración y la dosis de la terapia con IBP también afectan el rendimiento del aislamiento de H. pylori . Se ha establecido que H. pylori tiene una distribución irregular en el estómago, por lo tanto, a pesar de los buenos resultados de la biopsia tomada 2 cm antes del píloro, es aconsejable recolectar múltiples muestras de biopsia[ 40 ]. Megraud y Lehours[ 37 ] han recomendado tomar al menos dos biopsias del antro y una del cuerpo anterior y otra del posterior. Se ha observado que el cuerpo puede ser el único sitio que permanece positivo de forma natural o, en ocasiones, debido al consumo de fármacos antisecretores.

Según los postulados de Koch, el cultivo se considera el método más específico para establecer la infección por H. pylori . Se ha informado que la sensibilidad del aislamiento de la bacteria varía considerablemente entre laboratorios debido a su naturaleza muy exigente [ 41-46 ] . Incluso los laboratorios con experiencia recuperan el organismo solo en el 50% al 70% de las biopsias infectadas [ 47 , 48 ]. La recuperación de heces, saliva y vómito es muy difícil debido a la presencia de otra flora comensal , compuesta por otros organismos , que dificulta el crecimiento de H. pylori [ 49-53 ].

El cultivo bacteriológico es un procedimiento tedioso y lento [ 54 ], e innecesario para el diagnóstico rutinario de la infección por H. pylori, ya que otras pruebas no invasivas detectarán evidencia del organismo en la mayoría de los pacientes [ 41 ]. El cultivo permite evaluar la sensibilidad antibiótica de H. pylori para elegir el/los agente(s) adecuado(s) para su erradicación. Además, el aislamiento de bacterias nos ha permitido comprender mejor la interacción entre los patógenos y el huésped , así como el desarrollo de vacunas. Además, la caracterización fenotípica y genotípica detallada facilita la comprensión de las características epidemiológicas relativas a H. pylori [ 55-57 ].

PCR

La PCR se utiliza no solo para la detección de bacterias, sino también para la caracterización de genes patógenos y mutaciones específicas asociadas con la resistencia a los antimicrobianos. Los genes conservados utilizados para la detección de H. pylori son el operón de la ureasa: ureA [ 61 ] y glmM , también conocido como ureC [ 62 ], o el gen 16S rRNA[ 63 , 64 ], 23S rRNA[ 65 , 66 ] y Hsp60 [ 67 ]. Es necesario conocer la secuencia de ADN del gen diana en tantas cepas de H. pylori y otras especies bacterianas relacionadas como sea posible para diseñar cebadores específicos. El gen 16S rRNA altamente conservado en bacterias exhibe secuencias que son compartidas por diferentes especies de Helicobacter . También se ha observado que el amplicón de 109 pb específico del ARNr 16S de H. pylori se amplifica ocasionalmente en tejidos humanos[ 68 ], lo que compromete su diagnóstico relevante de H. pylori . También se han utilizado otros genes con función desconocida, como la proteína de 26 kDa identificada como ssaA [ 69 ], o secuencias aleatorias[ 56 ].

Desde la introducción de la prueba de cuerda para la recolección de jugo gástrico, el gen ureA ha sido el objetivo en estas muestras fácilmente disponibles con buena sensibilidad y especificidad [ 70-73 ]. El gen cagA también ha sido el objetivo en Taiwán, ya que el gen virulento es bastante frecuente en los países del este [ 74 ]. Sin embargo, es posible que no todas las cepas tengan el gen cagA , lo que resulta en una disminución de la sensibilidad. Dado que H. pylori generalmente se restringe al tracto oral-gastrointestinal, la PCR no se realiza en muestras de sangre o suero. Pero hay informes que muestran la presencia de ADN específico de H. pylori en estas muestras, que se dirigen al gen específico del género (C97 y C 98) y a la región conservada del gen vacA . La detección de ADN de H. pylori en muestras de sangre es realmente muy sorprendente [ 75 ]. Además, las técnicas basadas en PCR se han utilizado con mucho éxito en muestras de heces y saliva [ 76 ].

Hay muchas modificaciones de la tecnología PCR para aumentar la sensibilidad de detección. Se ha sugerido el uso de PCR anidada o semi-anidada utilizando un cebador interno dirigido a un gen conservado (proteína de choque térmico; Hsp60 ) y aumentando la especificidad y sensibilidad hasta un 100%[ 67 , 77 ] Alternativamente, también se puede realizar una segunda PCR utilizando los mismos cebadores[ 78 ]. Perkins et al[ 79 ] también concluyeron que la PCR era un procedimiento de diagnóstico más sensible que las técnicas de cultivo en la detección del estado de infección por H. pylori después de la terapia en gatos. Si se utiliza la técnica de PCR de un solo paso, detecta 70 células bacterianas en la muestra de biopsia[ 69 ]. Además, los pares de cebadores para el protocolo anidado utilizado pudieron detectar tan solo 30 ng de ADN molde en la amplificación primaria y 1 fg (corresponde a aproximadamente 3 organismos) después de los ciclos anidados de amplificación[ 67 ].

Al usar una sonda específica para la detección de amplicones, se puede aumentar la sensibilidad de la detección, ya que se puede detectar un menor número de copias con este método en comparación con la electroforesis en gel estándar[ 80 , 81 ]. También se han propuesto nuevos métodos como la fase líquida (inmunoensayo de ADN-enzima)[ 82 , 83 ] y el ensayo de sonda de línea de transferencia de puntos inversa (LiPA)[ 84 ] para aumentar su especificidad y sensibilidad.

Existen dos obstáculos principales en la realización de la PCR: los inhibidores de la enzima polimerasa están presentes en las muestras biológicas [ 85 ] y otro es la posibilidad de contaminación durante el proceso de recolección de muestras para la amplificación y documentación. Para cuidar el inhibidor de PCR, existen kits especiales disponibles comercialmente que han demostrado ser mejores que la simple ebullición [ 86 ]. Se deben seguir precauciones muy estrictas para la esterilización adecuada de los endoscopios para realizar el aislamiento y la amplificación del ADN. La documentación en gel del amplicón de PCR es otra fuente de contaminación. Por lo tanto, se deben utilizar tres cámaras separadas físicamente para los 3 procedimientos anteriores junto con los conjuntos de micropipetas separados y el cambio de guantes en cada paso donde se sospeche la posibilidad de contaminación.

La especificidad de la detección basada en PCR de H. pylori es otro problema, especialmente en las muestras biológicas recogidas de sitios distintos del estómago. Rocha et al[ 87 ] y Cirak et al[ 88 ] sugirieron que cualquier muestra debe ser designada como positiva para H. pylori cuando hay amplificación de dos genes diana conservados diferentes. Por otro lado, la PCR semisólida o anidada puede utilizarse para resolver el problema de la especificidad. Nuestra experiencia de laboratorio también aprueba el uso de dos amplificaciones génicas diferentes y PCR anidada. Hemos observado PCR primaria dirigida al gen Hsp60 amplificado en especies de Pseudomonas en biopsia antral también[ 15 ]. Sin embargo, los cebadores anidados amplificaron solo las secuencias específicas de H. pylori . Hay informes que sugieren que el uso de PCR de transcripción inversa (RT-PCR) muestra con éxito la viabilidad de la bacteria[ 80 , 89 – 91 ]. La RT-PCR se basa en el ARNm que determina que la bacteria está en estado viable, pero no se ha demostrado ninguna mejora en la sensibilidad.

La tecnología PCR también puede utilizarse para seleccionar genes patógenos de H. pylori . Hay dos segmentos principales implicados en la patogénesis: cagPAI y el gen polimórfico vacA, aparte de otros genes de virulencia implicados en la adherencia ( babA2 , sabA ) o en la patogénesis ( oipA , dupA , iceA ). Estos genes pueden seleccionarse para evaluar el potencial de virulencia de H. pylori en un individuo en particular. Hay varios informes que indican que las cepas que poseen cagPAI causan úlcera péptica más grave y enfermedades digestivas adicionales. También se ha descubierto que esta isla de patogenicidad está asociada con mayores probabilidades de desarrollo de lesión precancerosa[ 92 ] y adenocarcinoma gástrico[ 93 ]. Hay mosaicismo en la distribución alélica en H. pylori . Se ha descubierto que la cepa que contiene el alelo s1m1 de combinación se asocia con una mayor producción de toxina[ 94 ]. Sin embargo, se ha informado que H. pylori con vacAs 1 tiene una mayor producción de toxinas[ 84 , 95-99 ]. En este sentido , nuestros hallazgos de laboratorio sugieren que la mucosa gástrica está colonizada por cepas mixtas en lugar de un único tipo virulento (datos no publicados).

La PCR también se utiliza para cuantificar el ADN genómico de H. pylori . La PCR en tiempo real se utiliza convencionalmente para cuantificar el ADN de H. pylori en muestras de biopsia. Sin embargo, la PCR en tiempo real puede no ser tan sensible como la PCR anidada y, dado que suele basarse en kits comerciales, puede resultar más costosa, especialmente cuando se trata de dos genes.

El método convencional de PCR de una sola ronda para detectar H. pylori, especialmente después de la terapia de erradicación, no detectó patógenos. Sin embargo, es posible realizarlo mediante el protocolo de PCR anidada, ya que los métodos anteriores son relativamente deficientes para detectar bajas concentraciones. Por lo tanto, la PCR anidada puede considerarse el método de referencia, siempre que se evite la contaminación por PCR. Además, si bien la RUT, la UBT y la histología no permiten distinguir entre reinfección y recrudescencia, el método basado en PCR puede indicar cualquiera de las dos posibilidades, ya que la identificación de las cepas se puede realizar mediante la amplificación de diferentes genes diana de la bacteria.

Duś et al[ 100 ] en su artículo de revisión afirmaron que la PCR detecta H. pylori en ambas formas , es decir , formas espirales o cocoides; que no pueden detectarse mediante otros métodos de diagnóstico convencionales. Sin embargo, la baja sensibilidad del método de cultivo específico dificulta la evaluación de los métodos moleculares. La PCR también se utilizó para detectar H. pylori en varios sitios distintos del estómago. La bacteria podría detectarse en pacientes con apendicitis[ 101 ], en muestras etmoidales de pacientes con sinusitis crónica[ 102 ], en el tracto respiratorio superior y la cavidad oral[ 88 ]. Los organismos similares a H. pylori también podrían detectarse mediante PCR en muestras de hígado informadas por Rocha et al[ 87 ]. Otra ventaja de la PCR es que el ADN no requiere condiciones de transporte estrictas y puede realizarse en muestras de pruebas de ureasa enviadas por correo[ 103 – 105 ]. La detección de H. pylori a partir de material incluido en parafina fijado con formaldehído mediante PCR es un enfoque bastante satisfactorio. Lamentablemente, las muestras fijadas no son adecuadas para el aislamiento de ADN en comparación con el material congelado. La PCR que genera productos de PCR cortos ha demostrado ser más efectiva en materiales congelados/preservados, ya que el ADN genómico podría romperse debido a los fijadores. Además, la PCR también puede utilizarse para genotipificar los aislados de H. pylori [ 106 ]. Por lo tanto, los métodos basados ​​en PCR son los más adecuados para las muestras obtenidas mediante métodos invasivos si la prueba se realiza con el máximo cuidado.

En principio, la muestra de heces debe considerarse como una de las mejores muestras recolectadas por métodos no invasivos para la detección de H. pylori por tecnología PCR. Pero los informes anteriores no fueron alentadores debido a la baja sensibilidad de detección [ 107 , 108 ]. La posible razón de esta baja sensibilidad puede ser el bajo número de copias de ADN diana, la presencia de inhibidores de PCR en muestras de heces y una sola ronda de amplificación por PCR. Sin embargo, la inhibición% de PCR podría haberse solucionado mediante técnicas especiales de aislamiento de ADN, separación magnética inmune de ADN [ 109 ]. Pero el problema aquí con las muestras de heces es que la forma cocoide habitual se vuelve menos antigénica [ 110 ]. Hoy en día, hay kits comerciales disponibles para eliminar los inhibidores de PCR desde la preparación del ADN hasta la amplificación de H. pylori en muestras de heces [ 111 ].

Kabir[ 112 ] ha realizado una revisión exhaustiva de diferentes métodos de extracción de ADN de muestras de heces para reducir los inhibidores de la PCR. Otra opción para eliminar los inhibidores de la PCR es la amplificación mediante PCR anidada o semisintética. La amplificación interna de los inhibidores de la PCR presentes durante la primera ronda de PCR.

La PCR anidada fue realizada por Mishra et al[ 77 ] e informaron que el 62,5% de los pacientes fueron positivos para H. pylori dirigido al gen Hsp60 . El protocolo de PCR anidada dirigido al gen Hsp60 parece ser una buena alternativa como método no invasivo para detectar la infección por H. pylori en muestras fecales donde la prueba invasiva como la endoscopia no es factible. Se han realizado varios estudios para diagnosticar H. pylori dirigido al ARNr 16S, antígeno de 26 kDa, Hsp60 , ureA , glmM , vacA y genes cagA . El desarrollo de una prueba comercial para detectar H. pylori sin duda proporcionará un método de diagnóstico preciso y conveniente[ 113 ].

Prueba de aliento con urea

El uso de la prueba del aliento con urea (UBT) se considera a menudo como la prueba estándar de oro en el diagnóstico de la infección por H. pylori[ 114 – 116 ] . La UBT produce consistentemente mejores resultados en comparación con muchas de las otras pruebas disponibles. En esta prueba, se alimenta al paciente urea marcada con ¹³ C o ¹⁴ C, donde en el estómago se descompone por la enzima ureasa producida por H. pylori si está presente en el estómago. El ¹³ CO ₂ o ¹⁴ CO ₂ radiactivo liberado se difunde en la sangre liberada en los pulmones. Aquí, el aire espirado se recoge para medir la actividad del carbono marcado. Actualmente, los espectrómetros infrarrojos mejorados han demostrado que tienen la ventaja adicional de un bajo costo también en comparación con el espectrofotómetro de masas[ 117 ]. Aunque todavía no existe un protocolo uniforme para la realización de la prueba, la disponibilidad de pruebas certificadas ha proporcionado ciertos resultados uniformes. Gisbert y Pajares[ 118 ] han publicado una muy buena revisión sobre la UBT. En la mayoría de los estudios, la sensibilidad y especificidad del UBT superan el 90%[ 118 ]. El UBT se utiliza para evaluar la terapia de erradicación después de administrar regímenes anti H. pylori . La sensibilidad es bastante buena en la terapia posterior y puede explicarse por el hecho de que el UBT da resultados positivos cuando otras pruebas basadas en biopsia fallan. Es lo suficientemente sensible para detectar la infección incluso en casos de colonización moderada o distribución irregular de H. pylori . Sin embargo, a veces se esperan resultados falsos positivos debido a la presencia de otros microorganismos productores de ureasa, ya que se ha establecido que H. pylori no es la única bacteria que coloniza el estómago. Sin embargo, los inhibidores de la bomba de protones anti H. pylori (IBP y antibióticos) pueden producir resultados falsos negativos. Además, la forma cocoide metabólicamente inactiva de H. pylori presente en el estómago no dará el UBT positivo. La otra ventaja es que el UBT también podría usarse en pacientes pediátricos[ 119 ].

A pesar de muchas buenas características de la UBT, también tiene ciertas deficiencias. Se ha observado que la UBT tiene baja sensibilidad en pacientes sometidos a cirugía gástrica o pacientes que toman medicamentos que causan cambios en el pH neutro de la mucosa gástrica. Además, la dosis de carbono radiactivo también influye en el rendimiento, ya que se ha informado que una dosis de 15 mg tiene mejor sensibilidad para la erradicación de H. pylori que 10 mg de ¹³ C[ 120 , 121 ]. Además, la solución portadora de urea también afecta el rendimiento porque se ha observado que la bebida de solución de ácido cítrico tiene un rendimiento superior al jugo de naranja y el agua[ 122 ]. En otro estudio, se encontró que las comidas de urea basadas en ácido cítrico y málico tuvieron un mejor rendimiento que el ácido ascórbico[ 123 , 124 ]. El siguiente problema importante con la UBT es decidir el punto de corte entre la prueba ¹³ C-UBT positiva y negativa [ 125 ]. Muchos investigadores han sugerido alternativas al UBT, y una de ellas es la estimación de la urea sanguínea para el diagnóstico y la evaluación de la erradicación de H. pylori [ 126 ]. En pacientes con contraindicación para la biopsia, se puede realizar una prueba de 13C-UBT en tiempo real ^durante la gastroscopia. Si bien Zagari et al[ 127 ] demostraron una correlación positiva entre los valores del UBT y la actividad de la gastritis, el otro grupo (Tseng et al[ 128 ]) encontró una diferencia insignificante en los valores del UBT en pacientes con gastritis, úlcera duodenal, úlcera gástrica y neoplasia maligna gástrica.

Prueba serológica/inmunológica/de detección de antígeno-anticuerpo

DETECCIÓN DE H. PYLORI EN LA CAVIDAD ORAL

Se ha informado que la cavidad oral podría ser solo un reservorio transitorio, ya que H. pylori llega a ella debido a la regurgitación o el vómito. Existen informes que muestran una buena tasa de aislamiento en la cavidad oral [ 162 ], pero nunca se confirmó mediante un método basado en ADN que los aislamientos fueran H. pylori . Algunos investigadores han mostrado una tasa de aislamiento muy baja en la cavidad oral [ 53 , 163 , 164 ].

Los estudios basados ​​en PCR para la detección de H. pylori en la cavidad oral (saliva/placa dental) han mostrado resultados variables, ya que muchas bacterias no caracterizadas estrechamente relacionadas con H. pylori están presentes en la cavidad oral y la boca del tracto gastrointestinal; los resultados deben considerarse positivos cuando al menos dos genes conservados específicos de H. pylori dan la amplificación esperada.

¿QUÉ PRUEBA DEBERÍA SER EL ESTÁNDAR DE ORO?

La elección de pruebas diagnósticas para determinar el estado de infección por H. pylori depende de la sensibilidad, especificidad, reproducibilidad, costo de disponibilidad y rapidez de los resultados[ 26 ]. Existe la necesidad de utilizar un método de referencia como “estándar de oro” para encontrar pacientes verdaderamente infectados. Desafortunadamente, ninguno de los métodos utilizados actualmente puede promover este criterio. Una solución es combinar los resultados de dos o más técnicas y compararlos con los resultados de cada método que se esté evaluando. La PCR puede ser ligeramente superior en comparación con otros métodos de diagnóstico para la detección de la infección por H. pylori y para verificar la erradicación de H. pylori después del tratamiento[ 26 , 165 ]. La PCR se considera un método altamente sensible para detectar ADN de H. pylori de diferentes muestras clínicas[ 110 , 166 , 167 ] y proporciona información útil sobre la presencia de genes que codifican factores de virulencia específicos y resistencia a los antibióticos[ 168 ]. Se ha informado que tanto la sensibilidad como la especificidad de la PCR anidada son del 100%[ 67 ]. Por el contrario, se ha encontrado que la sensibilidad y especificidad de las pruebas serológicas, de aliento con urea, de antígeno fecal, de ureasa rápida, histopatología, PCR y cultivo son del 85% y 79%, 75%-100% y 77%-100%, 67%-100% y 61%-100%, 75%-100% y 84%-100%, 66%-100% y 94%-100%, 75%-100% y 84%-100% y 55%-56% y 100% respectivamente. La sensibilidad de la PCR se puede aumentar mediante la realización de enfoques anidados o semi-anidados. Sin embargo, dichos enfoques podrían aumentar la posibilidad de resultados falsos positivos causados ​​por contaminación cruzada, así como la detección de ADN de bacterias muertas[ 26 ]. La baja tasa de positividad del cultivo (69%) puede deberse a un bajo número de microorganismos, la presencia de cocoides no cultivables [ 169 , 170 ], la ausencia de microorganismos en las muestras de biopsia gástrica, la pérdida de viabilidad durante el transporte, los exigentes requisitos de crecimiento o la contaminación por otras bacterias que inhiben el crecimiento de H. pylori , o la ingesta de antibióticos. Por estas razones, se prefirió el porcentaje de concordancia/discordancia para comparar los resultados del cultivo con los resultados de las muestras correspondientes mediante otros métodos de diagnóstico. Los denominados falsos positivos con PCR en tiempo real o anidada pueden no ser verdaderos falsos positivos, sino que los resultados obtenidos mediante el método de cultivo, relativamente menos sensible, pueden ser falsos negativos [ 40].Aunque la PCR puede utilizarse como método de referencia, siempre que se evite la contaminación, el método a utilizar debe proponerse en función de la disponibilidad de medios de diagnóstico. Si no se dispone de medios endoscópicos en regiones periféricas o subdesarrolladas, se puede aplicar el diagnóstico mediante SAT con kits de anticuerpos monoclonales en muestras de heces. En caso de disponer de un sistema UBT pero no de medios endoscópicos, esta prueba debe considerarse la mejor opción. Si bien la serología suele ser engañosa, puede ser la mejor opción en niños con condiciones sanitarias satisfactorias y baja prevalencia de la infección, especialmente en la edad pediátrica. Por lo tanto, la utilidad de las pruebas invasivas y no invasivas es casi igual de importante según la situación clínica.